Metal complexes with biological important ligands. CXLII. Half sandwich complexes of ruthenium(II), rhodium(III), and iridium(III) with tripeptide esters from α-, β-, and γ-amino acids as ligands. - Peptide synthesis and cyclization to cyclotripeptides at metal centers

Article abstract of DOI:10.1002/1521-3749(200205)628:4<788::AID-ZAAC788>3.0.CO;2-V

Halfsandwich complexes of ruthenium, rhodium and iridium with deprotonated N,N′,N″-tripeptide ester ligands were obtained from chloro bridged compounds and tripeptide methyl esters (1-6) or by peptide synthesis at a metal centre (9-15). For the peptide synthesis at the complex (C₆Me₆)Ru coordinated dipeptide methyl esters from glycine and β-alanine or γ-amino butyric acid were elongated by an α-amino acid methylester. The tripeptide ester Ru(η⁶-C₆Me₆) complexes with chiral amino acid components and an asymmetric metal atom are formed with high diastereoselectivity. The tripeptide esters Gly-Gly-β-AlaOMe, Val-Gly-β-AlaOMe and Phe-Gly-β-AlaOMe can be condensated at the (C₆Me₆)Ru complex with sodium methanolate to give triple deprotonated cyclic tripeptides.

Full text of DOI:10.1002/1521-3749(200205)628:4<788::AID-ZAAC788>3.0.CO;2-V

Metallkomplexe mit biologisch wichtigen Liganden. CXLII [1]
Halbsandwich-Komplexe von Ruthenium(II), Rhodium(III) und Iridium(III) mit
Tripeptidestern aus α-, β- und γ-Aminosäuren als Liganden. ؊ Peptidsynthese
und Cyclisierung zu Cyclotripeptiden am Metallzentrum
Katharina Haas und Wolfgang Beck*
München, Department Chemie der Ludwig-Maximilians-Universität
Bei der Redaktion eingegangen am 9. November 2001.
Professor Günter Szeimies zum 65. Geburtstag gewidmet.
Inhaltsübersicht. Halbsandwich-Komplexe von Rhuthenium, Rho-
dium und Iridium mit deprotonierten N,NЈ,NЉ-Tripeptidester-Li-
ganden wurden durch Umsetzung von chloroverbrückten Verbin-
dungen mit Tripeptidestern (1؊6) oder durch Peptid-Synthese am
Metallzentrum (9؊15) erhalten. Bei der Peptid-Synthese am Kom-
plex wurden an (C6Me6)Ru koordinierte Dipeptidmethylester aus
Glycin und β-Alanin oder γ-Aminobuttersäure mit einem α-Amino-
säuremethylester am N-Terminus verlängert. Die Tripeptidester-
Ru(C6Me6)-Komplexe mit chiralen Aminosäure-Komponenten und
einem „asymmetrischen“ Metallatom entstehen mit hoher Diaste-
reoselektrivität. Die N,NЈ,NЉ-koordinierten Tripeptidmethylester
Gly-Gly-β-AlaOMe, Val-Gly-β-AlaOMe und Phe-Gly-β-AlaOMe
lassen sich mit Natriummethanolat am (C6Me6)Ru-Komplex zu
dreifach deprotonierten Cyclotripeptiden (16؊18) cyclisieren.
Metal Complexes with Biological Important Ligands. CXLII. Half Sandwich
Complexes of Ruthenium(II), Rhodium(III), and Iridium(III) with Tripeptide Esters
from α-, β-, and γ-Amino Acids as Ligands. ؊ Peptide Synthesis and Cyclization to
Cyclotripeptides at Metal Centers
Abstract. Halfsandwich complexes of ruthenium, rhodium and irid-
ium with deprotonated N,NЈ,NЉ-tripeptide ester ligands were ob-
tained from chloro bridged compounds and tripeptide methyl esters
(1-6) or by peptide synthesis at a metal centre (9-15). For the pep-
tide synthesis at the complex (C6Me6)Ru coordinated dipeptide
methyl esters from glycine and β-alanine or γ-amino butyric acid
were elongated by an α-amino acid methylester. The tripeptide es-
ter Ru(η6-C6Me6) complexes with chiral amino acid components
and an “asymmetric” metal atom are formed with high diastereo-
selectivity. The tripeptide esters Gly-Gly-β-AlaOMe, Val-Gly-β-
AlaOMe and Phe-Gly-β-AlaOMe can be condensated at the
(C6Me6)Ru complex with sodium methanolate to give triple depro-
tonated cyclic tripeptides.
Keywords: Ruthenium; Tripeptide ester; Hexamethylbenzene; Pep-
tide synthesis; Cyclotripeptides.
Einleitung
für die präbiotische Entstehung von Proteinen ist die von
Rode et al. [3] gefundene CuII-katalysierte Peptidbildung
aus α-Aminosäuren in konzentrierter wäßriger NaCl-Lö-
sung. Die erste gezielte metallvermittelte Synthese von Pep-
tiden aus α-Aminosäureestern gelang Buckingham, Coll-
man und Busch an N,O-Chelaten von Amin-Cobalt(III)-
Komplexen [4,5]. Das Metallzentrum wirkt als N-terminale
Schutzgruppe und aktiviert gleichzeitig die Estercarbonyl-
gruppe. So konnte schrittweise z.B. das Pentapeptid
(Leu5)enkephalin synthetisiert werden [6]. Eine Dipeptid-
synthese aus N-geschütztem an Cp2M (M ϭ Ti, Zr, Ta) O-
koordinierten α-Aminocarboxylat (mit dem Metallcarboxy-
lat als formales Analogon zu einem aktivierten organischen
Ester) und α-Aminosäureester wurde beschrieben [7].
Über den Aufbau von Peptiden in der Koordinationssphäre
von Metallkomplexen wurde von verschiedenen Arbeits-
kreisen berichtet. Yamada, Terashina und Wagatsuma [2]
fanden, daß vor allem CuII-Salze die Bildung von Peptiden
aus α-Aminosäureestern katalysieren, wobei jedoch unter-
schiedliche α-Aminosäureester nicht in einer definierten Se-
quenz verknüpft werden können. Für den Mechanismus
dieser Reaktionen wurde eine Templat-Reaktion zwischen
zwei koordinierten Aminosäureestern vorgeschlagen, wobei
ein koordiniertes Amid-Anion die Esterfunktion eines zwei-
ten Aminosäureesters angreift [2]. Ein interessantes Modell
* Prof. Dr. W. Beck
Department Chemie, Universität München
Butenandtstr. 5Ϫ13
D-81377 München
e-mail: wbe@cup.uni-muenchen.de
Platin(II) und Palladium(II) sind wirksame Amino-
schutzgruppen für die Peptidsynthese [8]. Das Co(NH3)5-
Fragment wurde von Isied et al. [9] erfolgreich als C-termi-
nale Schutzgruppe für die Peptidsynthese eingesetzt.
788
WILEY-VCH Verlag GmbH, 69451 Weinheim, Germany, 2002 0044Ϫ2313/02/628/788Ϫ796 $ 17.50ϩ.50/0 Z. Anorg. Allg. Chem. 2002, 628, 788Ϫ796

Metallkomplexe mit biologisch wichtigen Liganden. CXLII
In unserem Arbeitskreis [10] wurde eine sequenzspezi-
fische Peptidsynthese an Halbsandwich-Komplexen von
Rhodium, Iridium und Ruthenium entwickelt, die eine ge-
zielte Verlängerung des koordinierten Peptids am Amino-
Ende ermöglicht. Die Verlängerung der Peptidkette am N-
Terminus erfolgt vermutlich, wie von Yamada [2] für die
Peptidbildung an CuII vorgeschlagen, und die Peptide las-
sen sich mit HCl in Methanol vom Metall abspalten. Kürz-
lich konnte gezeigt werden, daß durch sukzessive Zugabe
von Glycinester auch höhere Peptide am Rutheniumatom
aufgebaut werden können [11] und auch β- und γ-Amino-
säureester sowie ein N,O-Glycinat-Ruthenium-Komplex zur
Peptid-Synthese verwendet werden können [12].
Im folgenden berichten wir über eine Reihe neuer Tripep-
tidester-η6-Benzol-Komplexe speziell von Ruthenium, die
direkt aus den Tripeptidestern oder durch Peptidsynthese
am Komplex zugänglich sind, sowie Ϫ im Anschluß an un-
sere Arbeiten zur Synthese von Cyclotetrapeptiden am Me-
tall-templat [13] Ϫ über Versuche, den koordinierten Tri-
peptidester-Liganden zu cyclisieren. Dabei wurden β- und
γ-Aminosäuren als Peptidkomponenten eingesetzt, um die
Ringspannung im gewünschten cyclischen Peptid-Liganden
zu minimieren. β-Aminosäuren und β-Peptide und neuer-
dings die γ-Verbindungen beanspruchen heute großes Inter-
esse [14Ϫ16].
nach dieser Methode auch aus β-AlaOMe und [(C6Me6)Ru-
(Cl)(GlyGlyOMe-Hϩ)] zugänglich [12].
Die Strukturen η3-N,NЈ,NЉ-[L-Asp(OMe)GlyGlyOMe-
2Hϩ]Rh(η5-C5H5) und η3-N,NЈ-[GlyGlyGlyOMe-2Hϩ)-
Ru(η6-C6Me6) [10] weisen mit einem pyramidalisierten
Brückenkopf-Stickstoffatom ein ungewöhnliches Struktur-
element auf und zeigen, daß die N-terminale Aminofunk-
tion und die C-terminale Estergruppe in geringer Distanz
voneinander am Metallatom fixiert und somit für eine Cy-
clisierung präorganisiert sind.
Aren-Ruthenium-Komplexe [17] fanden u.a. Verwendung
für die Markierung und Derivatisierung von aromatischen
Aminosäuren und Peptiden [18] sowie für die Synthese von
cyclischen Diarylether-Peptiden [19]. Das erste Beispiel für
metallorganische Halbsandwich-Komplexe mit N,O-Ami-
nocarboxylaten ist [(η6-C6H6)Ru(Cl)(alaninat)] [20], ein
Komplex mit chiralem Metallatom vom „Brunner Typ“
[21].
Einige Komplexe, z.B. 9, 10 und 12, weisen eine hohe
Tendenz zur Cyclisierung zu Cyclo-tripeptid-Liganden auf
(siehe unter 2.), so daß bei Raumtemperatur und auch noch
bei 0 °C Gemische der Komplexe mit offenkettigen und cy-
clischen Tripeptid-Liganden entstehen. Daher wurden diese
Reaktionen bis Ϫ15 °C durchgeführt; dann ist die Weiterre-
aktion zum Cyclopeptid soweit verlangsamt, daß die offen-
kettigen Tripepide am Metallatom als kinetische Produkte
isoliert werden können.
In den IR-Spektren der Tripeptidester-Ru-Komplexe sind
zwei sehr intensive Absorptionen für die koordinierten
Amid-Bindungen bei 1590 und 1570 cmϪ1 (±10 cmϪ1) cha-
rakteristisch, die aus der Pyramidalisierung der mittleren
Stickstoffatome resultieren. Hierdurch wird die Konjuga-
tion ϪNϭC(O)Ϫ eingeschränkt und die Absorption der
mittleren Amid-Bindung ist gegenüber der der terminalen
Amid-Bindung um ca. 20 cmϪ1 zu größeren Wellenzahlen
Ergebnisse und Diskussion
1. η3-N,NЈ,NЉ-Tripeptidester-hexamethylbenzol-
Komplexe
Die Komplexe 1؊6 sind in einfacher Weise durch Umset-
zung des Tripeptidesterhydrochlorids mit 0,5 Äquivalenten
der chloro-verbrückten Verbindungen [(η6-C6Me6)RuCl2]2
[22] bzw. [Cp*MCl2]2 (M ϭ Rh, Ir) [23] in Gegenwart von
Triethylamin zugänglich.
Alternativ kann der Tripeptidester-Ligand auch am
Komplex aufgebaut werden. So wurden in Analogie zu Lit.
[10] durch Umsetzung der Dipeptidester Komplexe 7 und 8
[10] mit Aminosäureestern in Gegenwart der starken Base
NaOMe die Verbindungen 9؊15 erhalten. Komplex 2 ist
1
verschoben. Die H- und 13C-NMR-Spektren der Tripeptid-
ester-Komplexe zeigen im Gegensatz zu den η2-Dipeptid-
ester-Verbindungen (z.B. 7, 8) [10] scharfe Signalsätze, da
keine Inversion am Metallatom [21] möglich ist. Während
das Signal des Hexamethylbenzolsubstituenten für Kom-
plexe mit aliphatischen Seitenketten bei ca. 2.20Ϫ2.15 ppm
liegt, beobachtet man für Komplexe mit aromatischen Sei-
Z. Anorg. Allg. Chem. 2002, 628, 788Ϫ796
789

K. Haas, W. Beck
Darstellung
Tabelle 1 Übersicht über die dargestellten offenkettigen Tripeptidkomplexe
Verbindung
L
M
Tripeptidligand
n
m
R
1
2
3
4
5
6
9
10
11
12
13
14
15
C6Me6
C6Me6
Cp*
Cp*
C6H6
C6Me6
C6Me6
C6Me6
C6Me6
C6Me6
C6Me6
C6Me6
C6Me6
Ru
Ru
Ir
Gly-Gly-β-Ala-OMe
β-Ala-Gly-Gly-OMe
Gly-Gly-β-Ala-OMe
Gly-Gly-β-Ala-OMe
L-Ala-L-Ala-L-Ala-OMe
L-Ala-L-Ala-L-Ala-OMe
L-Ala-Gly-β-Ala-OMe
L-Val-Gly-β-Ala-OMe
L-Phe-Gly-β-Ala-OMe
L-Leu-Gly-β-Ala-OMe
Gly-Gly-γ-Abu-OMe
L-Val-Gly-γ-Abu-OMe
L-Phe-Gly-γ-Abu-OMe
2
1
2
2
Ϫ
Ϫ
1
1
1
1
2
2
2
0
1
0
0
Ϫ
Ϫ
Ϫ
Ϫ
Ϫ
Ϫ
Ϫ
Ϫ
Ϫ
a)
a)
a)
a)
a)
a)
b)
b)
b)
b)
b)
b)
b)
Rh
Ru
Ru
Ru
Ru
Ru
Ru
Ru
Ru
Ru
CH3
CH(CH3)2
CH2-Ph
CH2-CH(CH3)2
H
CH(CH3)2
CH2-Ph
a)
Die Darstellung erfolgte durch direkte Umsetzung des Tripeptidesters mit [(L)MCl2]2
Der Tripeptidester wurde am Komplex aufgebaut.
b)
Tabelle 2 Verschiebungen und Kopplungskonstanten für die Pro-
tonen des β-Alaninrestes
tenketten (11, 15) eine Hochfeldverschiebung zu ca.
2.0 ppm, die mit der Wechselwirkung der aromatischen Sei-
tenkette mit dem Arensubstituenten (β-Phenyleffekt) [24]
erklärt werden kann. Die Komplexe mit chiralen Amino-
säurekomponenten (9؊12, 14, 15) sollten als zwei Diaste-
reomere entstehen. Mit Ausnahme von 9 (ein zweiter inten-
sitätsschwacher Signalsatz) findet man jedoch nur einen Si-
gnalsatz. Diese, schon bei Halbsandwich-Komplexen mit
Tripeptidestern aus α-Aminosäuren festgestellte [10], uner-
wartete Diastereospezifität läßt sich an Hand eines Modells
erklären (Schema 1).
Verschiebung [ppm]
HA
HB
HC
HD
Rua)
Irb)
4.20
4.24
4.15
3.11
3.09
3.16
2.66
2.67
2.69
2.31
2.39
2.41
Rhc)
Kopplung [Hz]
2JAB
2JCD
3JAC
3JAD
3JBC
3JBD
Rua)
Irb)
13.5
14.2
13.5
14.5
14.8
14.5
5.7
6.6
7.1
7.7
8.3
8.3
6.3
12.3
13.5
6.3
5.5
6.1
Rhc)
a)
b)
c)
Werte der Verbindung 1, Werte der Verbindung 3, Werte der Verbin-
dung 4
Im gleichen Maß nimmt die Signal-Intensität des gebildeten
Methanols bei 3.3 ppm zu.
Für die geminalen Protonen der mittleren Glycin-Amino-
säure in 1؊4 und 9؊15 beobachtet man aufgrund der Dia-
stereotopie ein AB-Kopplungsmuster mit einer geminalen
Kopplungskonstante von ca. 16 Hz. Die Protonen der C-
terminalen β-Alanin-Einheit (1, 3, 4) zeigen mit einem
ABCD-Spinsystem ein kompliziertes Aufspaltungsmuster.
Durch Vergleich der Verbindungen lassen sich die charakte-
ristischen Verschiebungen der vier Protonen zu ca. 4.2 ppm,
3.1 ppm, 2.7 ppm und 2.3 ppm mit guter Übereinstimmung
für die analogen Ru-, Ir- und Rh-Verbindungen 1, 3 und 4
ermitteln (Tab. 2, zur Bezeichnung siehe Schema 2). Ebenso
ergeben sich charakteristische Werte für die Kopplungskon-
stanten, die die Annahme bestätigen, daß durch die Fixie-
rung am Metallfragment die freie Drehbarkeit der (CH2)n-
Kette stark eingeschränkt ist.
Schema 1
Bei A ist zwischen dem Aminosäure-Rest und dem Aren-
Liganden eine sterische Hinderung anzunehmen und somit
sollte die Struktur B bevorzugt sein. Überlegungen ähn-
licher Art wurden schon früher von Baird [20] angestellt.
Die Beobachtung, daß bei 9 mit dem “kleinen” Methylsub-
stituenten ein zweiter intensitätsschwacher Signalsatz auf-
tritt, ist mit dieser Vorstellung ebenso vereinbar wie die
Feststellung, daß 5 mit dem sterisch weniger anspruchsvol-
len Benzol-Liganden als Gemisch der beiden Diastereoiso-
meren im Verhältnis 3:1 entsteht.
Im Lösemittel Deuteromethanol CD3OD erfolgt mit al-
len Komplexen eine Esteraustauschreaktion ϪCO2CH3 Ǟ
zu ϪCO2CD3, die durch die basischen Tripeptidester-Ver-
bindungen katalysiert wird und die von uns bei Komplexen
mit Aminosäureester-Liganden schon mehrfach beobachtet
wurde [25]. Das ϪOCH3-Signal der Komplexe bei ca.
3.6 ppm ist nur mit verminderter Intensität zu beobachten.
Schema 2
790
Z. Anorg. Allg. Chem. 2002, 628, 788Ϫ796

Metallkomplexe mit biologisch wichtigen Liganden. CXLII
Die Signale der aliphatischen Seitenketten werden zum
Teil durch das intensitätsstarke Signal des Hexamethylben-
zols überlagert. Eine eindeutige Zuordnung gelingt im Fall
von 10 mit Hilfe eines 2D-NMR-Spektrums, aus dem her-
vorgeht, daß das CH(CH3)2-Proton der Valinseitenkette un-
ter dem Hexamethylbenzolsignal liegt.
Die Protonen A, B, C, D, E und F der C-terminalen γ-
Aminobuttersäure in 13؊15 bilden ein Spinsystem höherer
Ordnung (zur Bezeichnung siehe Schema 2). Die 1H-NMR-
Signale liegen meist als Multipletts vor, so daß eine genaue
Auswertung der Kopplungskonstanten wenig sinnvoll er-
scheint. Für die äußeren Protonen C und D sind in den
1H-Spektren Tripletts zu beobachten, was auf eine freiere
Drehbarkeit der endständigen Methylengruppe im Ver-
gleich zu den analogen β-alaninhaltigen Verbindungen
schließen läßt.
Metallkomplexe von cyclischen Peptiden finden neuer-
dings viel Interesse im Hinblick auf die Funktionalisierung
von Biomolekülen [37], auf die Bindung von Metall-Ionen
durch marine Naturstoffe [38], auf ihre Struktur [39,40], als
Diagnostika [41], für molekulares “Engineering” [42], als
Verbindungen mit selektiven Komplexbildnern [43], als Mo-
delle für Metallenzyme [38Ϫ40].
Durch Umsetzen von 1 mit einem Äquivalent Natrium-
methanolat in Methanol entsteht das Natrium-Salz des an-
ionischen Cyclotripeptid-Komplexes 16 als blaßgelbe insta-
bile Verbindung.
Metallorganische Peptide können massenspektrometrisch
nachgewiesen werden [11,26]. Massenspektroskopische Me-
thoden finden seit mehr als 20 Jahren Anwendung bei der
Peptidsequenzierung [27]. Neben dem allgemeinen Nach-
weis der Wechselwirkung von Peptiden und Übergangsme-
tallionen in der Gasphase, erlauben vor allem FAB-massen-
spektroskopische Methoden [28] den Nachweis von nicht
flüchtigen Verbindungen, wie z.B. Übergangsmetallpeptid-
komplexen oder höheren Peptiden. Da FAB-Spektren nur
geringe Fragmentierung zeigen, können die Peptidkomplexe
unzersetzt nachgewiesen werden und zeigen in den Massen-
spektren das Molekülion mit einer charakteristischen Isoto-
penverteilung. So beobachtet man z.B. für 1 das Molekü-
lion bei 480 Masseneinheiten [M ϩ Hϩ]. Außerdem findet
man neben dem Molekülion zwei weitere Peakgruppen bei
502, 516 und 538 Masseneinheiten, die durch Addition von
Naϩ, NaCl oder 2Hϩ ϩ ClϪ entstehen.
Bei Raumtemperatur und einer Reaktionszeit von einer
Woche bildet sich 16 als Gemisch von Konformationsiso-
meren (NMR-Spektrum!), die wegen der Pyramidalisierung
der drei N-Atome auftreten können. Im IR-Spektrum von
16 ist die Esterbande von 1 bei 1731 cmϪ1 nicht mehr zu
beobachten. Unter thermodynamischer Reaktionskontrolle
erhält man bei 65 °C ein einheitliches Produkt, dem wir die
stabilste, d.h. am wenigsten gespannte Konformation zu-
ordnen. Das Natriumsalz des anionischen Cyclopeptid-
Komplexes kann durch Ausfällen mit Diethylether isoliert
werden.
Es ist anzunehmen, daß die Reaktion ebenfalls über eine
Zwischenstufe mit einem koordinierten Amid-Anion und
anschließender Eliminierung von Methanol verläuft.
Ebenso konnten auch die Cyclotripeptid-Komplexe 17
und 18 mit Valin bzw. Phenylalanin als Aminsäurekompo-
nenten erhalten werden. Die Verbindungen 17 und 18 sind
durch die lipophilen Seitenketten in Methanol leichter lös-
lich als die entsprechenden Komplexe mit offenkettigen Tri-
peptidestern.
Ein Vergleich des gefundenen Massenspektrums z.B. von
1 mit dem berechneten ergibt Übereinstimmung in den je-
weiligen Isotopenmustern.
2. Cyclisierung des η3-N,NЈ,NЉ-koordinierten
Tripeptidesters am Metallatom
Cyclische Peptide [29], sowie Cyclo-β-Peptide von Seebach
[30], sind u.a. wegen ihrer biologischen Aktivität und ihrer
Konformationen [29, 30], zum Aufbau molekularer Archi-
tektur [31], zur Herstellung von Cyclamen [32] oder
als mögliche Arzneistoffe [33] Gegenstand zahlreicher
Arbeiten.
Cyclische Tripeptide wurden, vor allem von Kessler
[29,34] und Rothe et al. [35] eingehend untersucht; sie sind
häufig kinetisch instabil und meist schwierig zu gewinnen,
wie z.B. Cyclotripeptide mit einer β-Aminosäure [35], wäh-
rend solche aus zwei β-Aminosäuren sich mit guten Aus-
beuten aus den linearen Tripeptiden cyclisieren lassen
[34Ϫ36].
Im Zuge unserer Arbeiten über eine Templat-Synthese
von Cyclotrapeptiden aus nicht aktivierten linearen Peptid-
estern an Metallzentren [13] versuchten wir auch die offen-
kettigen Tripeptidester am Metallatom zu cyclisieren.
Die anionischen Cyclopeptidkomplexe können ebenso
wie die neutralen offenkettigen Verbindungen durch Mas-
senspektren charakterisiert werden. Interessanterweise kön-
nen die Verbindungen sowohl in den ϩFAB- als auch
ϪFAB-Spektren unzersetzt nachgewiesen werden. So findet
Z. Anorg. Allg. Chem. 2002, 628, 788Ϫ796
791

K. Haas, W. Beck
man z.B. für 16 im ϩFAB-Spektrum das Molekülion bei
469 Masseneinheiten, erzeugt durch Addition von Hϩ an
das Ionenpaar aus cyclopeptidhaltigem Anion und dem
Natrium-Gegenion. Zusätzlich beobachtet man einen ent-
sprechenden Peak bei 492, der durch die Addition eines
weiteren Natriumions entsteht. Im -FAB-Spektrum findet
man dagegen das Molekülion des Anions bei 446 Massen-
einheiten. Wie bei den offenkettigen Tripeptidesterkomple-
xen zeichnet sich jeder Molekülpeak durch eine charakteri-
stische Isotopenverteilung aus, die mit der berechneten
übereinstimmt.
Die anionischen Peptidkomplexe 16؊18 mit 10-gliedri-
gen Cyclopeptidliganden (aus zwei α-Aminosäuren und ei-
ner β-Aminosäure) stellen einen neuartigen und bisher
nicht beschriebenen Verbindungstyp dar. Die Besonderheit
der Bildung von 16؊18 liegt in deren Einfachheit, die ohne
Schutz- oder Aktivierungsgruppen sowie ohne hohe Ver-
dünnung den Aufbau des cyclischen, zehngliedrigen Tripep-
tids ermöglicht. Das Metallatom übernimmt bei der Reak-
tion mehrere Funktionen: Durch die Koordination werden
Amino- und Esterfunktion in räumlicher Nähe fixiert, und
es wird bereits eine kreisförmige Konformation vorgegeben,
wodurch die intramolekulare Kopf-Schwanz-Reaktion er-
leichtert wird. Zugleich wirkt das Metallatom als Abstand-
halter und Schutzgruppe für die primären Amidbindungen
und unterdrückt auf diese Weise die sonst für cyclische Tri-
peptide charakteristischen transannularen [34,35] Zerset-
zungsreaktionen.
Im IR-Spektrum von 16؊18 findet man die für koordi-
nierte, deprotonierte Amid-Bindungen charakteristische
Amid-I-Bande bei 1570 cmϪ1. Aus dem Auftreten einer ein-
zigen Bande kann man auf das Vorliegen von drei gleichar-
tigen Amidbindungen schließen. Die Absorption liegt mit
1570 cmϪ1 zwischen den Absorptionen der Amidbindungen
in den entsprechenden Eduktkomplexen, was die Vermu-
tung nahelegt, daß alle Amidbindungen pyramidalisiert
sind.
Experimenteller Teil
1. Darstellung der offenkettigen η3-N,NЈ,NЉ-
Tripeptidester-(C6Me6)Rutheniumverbindungen
1
Im H-NMR-Spektrum von 16 beobachtet man für die
vier Glycinprotonen die für ein AB-Spinsystem typischen
Signale bei 4.2 und 3.3 ppm sowie 4.3 und 3.2 ppm mit ei-
ner geminalen Kopplungskonstanten von ca. 14.5 Hz. Das
Signal für den Hexamethylbenzolliganden bei 1.99 ppm ist
gegenüber der offenkettigen Verbindung (2.14 ppm) leicht
zu hohem Feld verschoben. Die Protonen des β-Alaninre-
stes sind paarweise magnetisch äquivalent und erscheinen
bei 3.65 und 2.37 ppm als ddd.
1.1 Durch direkte Synthese: Allgemeine
Arbeitsvorschrift für die Darstellung von 1؊6
0.1 mmol [(C6Me6)RuCl2]2 und 0.2 mmol Tripeptidesterhydrochlo-
rid werden in 10 ml absolutem Methanol gelöst, mit 0.6 mmol einer
methanolischen Natriummethanolatlösung (ca. 0.1 M) versetzt und
bei RT gerührt. Nach 2 h liegt eine klare gelbe Lösung vor, die
bis zur Trockene eingeengt wird und in 10 ml absolutem CH2Cl2
aufgenommen wird. Darin unlösliches NaCl wird durch Zentrifu-
gation abgetrennt. Die überstehende, gelbe Lösung wird auf ein
Volumen von ca. 2 ml eingeengt. Das Produkt fällt bei Zugabe von
20 ml n-Pentan als gelbes Pulver aus, das mit Pentan gewaschen
und i. Vak. getrocknet wird.
Im 13C-NMR-Spektrum von 16 findet man neben den
Signalen bei 16.6 und 94.4 ppm für den Hexamethylbenzol-
liganden drei Signale für die Amidkohlenstoffatome bei
186.2, 181.4 und 180.4 ppm. Für den β-Alaninrest beobach-
tet man zwei Signale bei 40.7 und 44.9 ppm sowie die Si-
gnale für die Glycin-CH2-Kohlenstoffatome bei 58.0 und
60.4 ppm, die gegenüber der Ausgangsverbindung jeweils
η3-N,NЈ,NЉ-(Gly-Gly-β-Ala-OMe-2Hϩ)(C6Me6)Ru (1)
Hellgelbes Pulver, Ausbeute 90 %.
C20H31N3O4Ru·1.5 H2O (505.57): Ber. C 47.51, H 6.78, N 8.31;
Gef. C 47.08, H 6.85, N 7.85 %.
1
leicht zu tiefem Feld verschoben sind. Die 13C- bzw. H-
NMR-Spektren können ebenso zur Überprüfung der er-
folgreichen Cyclisierung herangezogen werden wie die IR-
Spektren, da die Signale der Estergruppe nicht beobachtet
werden.
IR (KBr): ν ϭ 3253 m (NH2), 1730 s (Ester), 1571 br, vs (Amid-I). Ϫ 1H-
NMR (400 MHz, CD3OD): δ ϭ 4.49 (d, 2J ϭ 15.56 Hz, 1H, HCH), 4.20
2
3
3
(ABCD-System, ddd, JAB ϭ 13.50 Hz, JAD ϭ 7.74 Hz, JAC ϭ 5.74 Hz,
Während 16 als Enantiomerenpaar entsteht, sind bei den
Verbindungen mit einer chiralen Aminosäure in der Peptid-
kette Diastereoisomere möglich. Dementsprechend findet
man z.B. im 13C-NMR-Spektrum von 18 einen doppelten
Signalsatz für das Diastereoisomerenpaar. Vergleicht man
die Signalintensitäten für den Hexamethylbenzolliganden,
kann man das Diastereoisomerenverhältnis zu 1:3 abschät-
1H, N-CHAHB-CHCHD-CO2CH3), 3.60 (s, 3H, CO2CH3), 3.57 (d, 2J ϭ
2
15.56 Hz, HCH), 3.20 (s, 2H, NH2-CH2-CO), 3.11 (ddd, 1H, JAB
ϭ
3
2
13.50 Hz, JBC
ϭ
3JBD ϭ 6.33 Hz, 1H, HB), 2.66 (ddd, JCD ϭ 14.48 Hz,
3JCB ϭ 6.50 Hz, JAC ϭ 5.42 Hz, 1H, HC), 2.31 (ddd, JCD ϭ 14.50 Hz,
3
2
3JAD ϭ 7.74 Hz, JBD ϭ 6.33 Hz, 1H, HD), 2.14 (s, 18H, C6(CH3)6). Ϫ 13C-
3
NMR (100 MHz, CD3OD): δ ϭ 181.7, 180.1 (CONR), 176.3 (CO2CH3),
94.5 (C6(CH3)6), 57.3, 53.1 (2 CH2), 52.6 (CO2CH3), 45.5, 36.5 (CH2-CH2),
16.5 (C6(CH3)6). Ϫ MS (ϩFAB, mNBA): m/z (%): 480(4) (MϩHϩ), 502(2.8)
(MϩNaϩ), 538 (1.8) (MϩHϩϩNaCl).
1
η3-N,NЈ,NЉ-(β-Ala-Gly-Gly-OMe-2Hϩ)(C6Me6)Ru (2)
zen. Die H-NMR-Spektren sind infolge der überlagerten
Signalsätze wenig aussagekräftig.
Hellgelbes Pulver, Ausbeute 91 %.
Versuche, das koordinierte Cyclotripeptid in 17 mit Ben-
zylbromid als N-Benzylpeptid [45] abzuspalten, verliefen (in
Methanol, unter Rückfluß) nicht erfolgreich. Es bildete sich
zwar der erwartete dimere Komplex [(C6Me6)RuPh2]2 als
Niederschlag, die überstehende orangegelbe Lösung ent-
hielt jedoch den offenkettigen Peptidester Val-Gly-β-
AlaOMe.
IR (KBr): ν ϭ 3266 m, 3157 w (NH2), 1732 s (CO2CH3), 1566 vs (Amid-I).
Ϫ
1H-NMR (400 MHz, CD3OD): δ ϭ 4.72 (d, 2J ϭ 16.8 Hz, 1H, HCH),
4.58 (d, 2J ϭ 16.8 Hz, 1H, HCH), 3.66 (s, 3H, CO2CH3), 3.46 (2 d, 2J ϭ
16.8 Hz, 2H, CH2), 2.97 (m, 1H, NH2-CH2-CH2-CO), 2.78 (m, 1H, NH2-
CH2-CH2-CO), 2.1-2.3 (m, 2H, NH2-CH2-CH2-CO), 2.13 (s, 18H,
C6(CH3)6). Ϫ 13C-NMR (100 MHz, CD3OD): δ ϭ 182.6, 176.1, 175.6
(CONR und CO2CH3), 94.8 (C6(CH3)6), 55.0, 52.9 (CH2), 50.2 (CO2CH3),
39.8, 39.4 (CH2-CH2), 16.5 (C6(CH3)6). Ϫ MS(ϩFAB, mNBA): m/z (%):
480(5) (MϩHϩ), 502(4) (MϩNaϩ), 538(1) (MϩHϩϩNaCl).
792
Z. Anorg. Allg. Chem. 2002, 628, 788Ϫ796

Metallkomplexe mit biologisch wichtigen Liganden. CXLII
η3-N,NЈNЉ-(Gly-Gly-β-Ala-OMe-2Hϩ)(C5Me5)Ir (3)
Hellgelbes Pulver, Ausbeute 77 %.
C18H28N3O4Ir·2.5 H2O (587.69): Ber. C 36.79, H 5.66, N 7.15;
Gef. C 36.21, H 5.97, N 7.21 %.
Ungelöstes NaCl wird abzentrifugiert und die Lösung auf ca. 2 ml
eingeengt. Bei Zugabe von 50 ml Pentan fällt das Produkt als pulv-
riger, gelber Niederschlag aus, der mit Pentan gewaschen und i.
Vak. getrocknet wird.
IR (KBr): ν ϭ 3243 m (NH2), 1734 s (Ester), 1585 br, vs (Amid-I). Ϫ 1H-
NMR (400 MHz, CD3OD): δ ϭ 4.24 (ddd, 2JAB ϭ 14.15 Hz, 3JAC ϭ 6.58 Hz,
3JAD ϭ 8.34 Hz, 1H, N-CHAHB-CHCD-CO2CH3), 3.62 (d, 2J ϭ 15.31 Hz,
1H, HCH), 3.61 (s, 3H, CO2CH3), 3.57 (d, 2J ϭ 15.31 Hz, 1H, HCH), 3.43
(d, 2J ϭ 14.45 Hz, 1H, HCH), 3.33 (d, 2J ϭ 14.39 Hz, 1H, HCH), 3.09 (ddd,
η3-N,NЈ,NЉ-(L-Ala-Gly-β-Ala-OMe-2Hϩ)(C6Me6)Ru (9)
Hellgelbes Pulver, Ausbeute 91.8 %.
C21H33N3O4Ru·1.25 CH2Cl2 (598.2): Ber. C 44.64, H 5.98, N
7.02; Gef. C 44.09, H 7.49, N 7.02 %.
3
3
2JAB ϭ 14.15 Hz, JBC ϭ 12.27 Hz, JBD ϭ 5.50 Hz, 1H, HB), 2.67 (ddd,
IR (KBr): ν ϭ 3283 m, 3250 m (NH2), 1723 s (Ester), 1589 vs, 1570 vs
(Amid-I). Ϫ 1H-NMR (400 MHz, CD3OD): δ ϭ 4.51 (d, 2J ϭ 15.76 Hz, 1H,
3
3
2JCD ϭ 14.76 Hz, JAC ϭ 5.62 Hz, JBC ϭ 11.91 Hz, 1H, HC), 2.39 (ddd,
3
3
2JCD ϭ 14.76 Hz, JBD ϭ 6.88 Hz, JAC ϭ 8.12 Hz, 1H, HD), 1.75 (s, 15H,
C5(CH3)5). Ϫ 13C-NMR (100 MHZ, CD3OD): δ ϭ 183.0, 182.1 (CONR),
176.0 (CO2CH3), 87.2 (C5(CH3)5), 56.9, 53.4 (CH2), 53.4 (CO2CH3), 45.1,
36.7 (CH2-CH2), 9.3 (C5(CH3)5). MS (ϩFAB, mNBA): m/z (%): 544(20)
(MϩHϩ), 566(8) (MϩNaϩ).
HCH), 4.14 (ABCD-System, ddd, 2 AB ϭ 13.28 Hz, 3 AD ϭ 8.21 Hz, 3
J J JAC ϭ
4.22 Hz, 1H, N-CHAHB-CHCHD-CO2CH3), 3.54 (s, 3H, CO2CH3), 3.54 (d,
2J ϭ 15.76 Hz, 1H, HCH), 3.17-3.01 (m, 2H, N-CHAHB-CHCHD-CO2CH3
und CH-CH3), 2.69 (ddd, 2JCD ϭ 14.77 Hz, 3JBC ϭ 7.02 Hz, 3JAC ϭ 4.22 Hz,
2
3
1H, N-CHAHB-CHCHD-CO2CH3), 2.22 (ddd, JCD ϭ 14.77 Hz, JAD
ϭ
3
η3-N,NЈ,NЉ-(Gly-Gly-β-Ala-OMe-2Hϩ)(C5Me5)Rh (4)
Hellgelbes Pulver, Ausbeute 81 %.
C18H28N3O4Rh·2.5 H2O (498.38): Ber. C 43.38, H 6.67, N 8.43;
Gef. C 43.51, H 6.05, N 8.66 %.
8.21 Hz, JBD ϭ 5.30 Hz, 1H, N-CHAHB-CHCHD-CO2CH3), 2.10 (s, 18 H,
C6Me6), 1.20 (d, 3J ϭ 6.77 Hz, 3H, CH-CH3). Ϫ 13C-NMR (100 MHz,
CD3OD): δ ϭ 181.9, 181.0 (CONR), 176.3 (CO2CH3), 94.4 (C6(CH3)6), 58.3
(CH-CH3), 57.4 (CH2), 55.1 (CO2CH3), 45.5, 36.2 (CH2-CH2), 20.2 (CH-
CH3), 16.4 (C6(CH3)6).
η3-N,NЈ,NЉ-(L-Val-Gly-β-Ala-OMe-2Hϩ)(C6Me6)Ru (10)
Hellgelbes Pulver, Ausbeute 95.8 %.
C23H37N3O4Ru·CH2Cl2 (605.56): Ber. C 47.60, H 6.49, N 6.94;
Gef. C 47.27, H 6.61, N 6.97 %.
IR (KBr): ν ϭ 3276 m (NH2), 1733 s (Ester), 1642 sh, 1576 br, vs (Amid-I).
Ϫ
1H-NMR (400 MHz, CD3OD): δ ϭ 4.54 (dd, 2J ϭ 15.32 Hz, fernJ ϭ
2 2 2
0.73 Hz, 1H, HCH), 4.15 (ddd, JAB ϭ 13.51 Hz, JAC ϭ 7.07 Hz, JAD
ϭ
8.28 Hz, 1H, N-CHAHB-CHCHD-CO2CH3), 3.62 (s, 3H, CO2CH3), 3.60 (d,
2J ϭ 15.32 Hz, 1H, HCH), 3.43 (d, 2J ϭ 15.39 Hz, 1H, HCH), 3.27 (dd, 2J ϭ
2
14.6 Hz, fernJ ϭ 1.85 Hz, 1H, HCH), 3.16 (ddd, JAB
ϭ
2JBC ϭ 13.51 Hz,
IR (KBr): ν ϭ 3296 m, 3236 m (NH2), 1728 s (Ester), 1568 vs, br (Amid-I).
2JBD ϭ 6.11 Hz, 1H, HB), 2.69 (ddd, JCD ϭ 14.49 Hz, JAC ϭ 6.34 Hz,
2
2
Ϫ
1H-NMR (400 MHz, CD3OD): δ ϭ 4.54 (d, 2J ϭ 15.45 Hz, 1H, HCH),
2JBC ϭ 13.53 Hz, 1H, HC), 2.41 (ddd, JCD ϭ 14.49 Hz, JAD ϭ 8.28 Hz,
2JBD ϭ 6.11 Hz, 1H, HD), 1.73 (s, 15H, C5(CH3)5). Ϫ 13C-NMR (100 MHz,
CD3OD): δ ϭ 182.5, 181.3 (CONR), 176.4 (CO2CH3), 95.6 (C5(CH3)5), 57.7,
53.0 (2 CH2), 52.7 (CO2CH3), 44.6, 37.1 (CH2-CH2), 9.5 (C5(CH3)5).
2
2
4.14 (ABCD-System, ddd, 2JAB ϭ 13.45 Hz, 3JAC ϭ 8.23 Hz, 3JAC ϭ 3.85 Hz,
1H, N-CHAHB-CHCHD-CO2CH3), 3.56 (s, 1H, CH-CH(CH3)2), 3.54 (d,
2J ϭ 15.45 Hz, 1H, HCH), 3.10 (ddd, JAB ϭ 13.45 Hz, JBC ϭ 7.75 Hz,
2
3
3JBD ϭ 3.93 Hz, 1H, N-CHAHB-CHCHD-CO2CH3), 2.89 (m, 1H, CH-
2
3
3
η3-N,NЈ,NЉ-(L-Ala-L-Ala-L-Ala-OMe-2Hϩ)(C6H6)Ru (5)
Hellgelbes Pulver, Ausbeute 76 %.
CH(CH3)2), 2.75 (ddd, JCD ϭ 15.57 Hz, JBC ϭ 7.75 Hz, JAC ϭ 3.85 Hz,
1H, N-CHAHB-CHCHD-CO2CH3), 2.31 (ddd, JCD ϭ 15.57 Hz, JAD
2
3
ϭ
3
8.23 Hz, JBD ϭ 3.93 Hz, 1H, N-CHAHB-CHCHD-CO2CH3), 2.13 (s, 18H,
C6Me6), 1.17 (d, 2J ϭ 7.40 Hz, 3H, CH-CH(CH3)2), 0.88 (d, 2J ϭ 6.76 Hz,
3H, CH-CH(CH3)2). Ϫ 13C-NMR (100 MHz, CD3OD): δ ϭ 182.0, 178.6
(CONR), 176.0 (CO2CH3), 94.2 (C6(CH3)6), 68.4 (CH-CH(CH3)2), 56.9
(CH2), 55.0 (CO2CH3), 45.6, 35.9 (CH2-CH2), 31.4 (CH-CH(CH3)2), 20.1,
17.4 (CH-CH(CH3)2), 16.2 (C6(CH3)6).
IR (KBr): ν ϭ 3309 m, 3150 w (NH2), 1741 vs (CO2CH3), 1661 vs, 1579 br,
vs (Amid-I). Ϫ 1H-NMR (400 MHz, CD3OD): δ ϭ 5.69 (s, 6H, C6H6), 5.50
(br, s, 6H, C6H6), 4.29-4.40 (m, 2H, CHCH3), 3.74 (s, 3H, CO2CH3), 3.70
(br, s, 3H, CO2CH3), 3.20 (br, m, 1H, CHCH3), 1.63 (br, d, 3J ϭ 6.92 Hz,
3H, CHCH3), 1.52 (d, 3J ϭ 6.70 Hz, 3H, CHCH3), 1.47 (d, 3J ϭ 7.35 Hz,
3H, CHCH3), 1.38 (d, 3J ϭ 7.10 Hz, 3H, CHCH3), 1.27 (br, d, 3J ϭ 6.49 Hz,
3H, CHCH3), 1.20 (br, d, 3J ϭ 6.72 Hz, 3H, CHCH3). Diastereoisomerenver-
hältnis: 10(*): 3. C16H17N3O4Ru. Ϫ MS(ϩFAB, mNBA): m/z (%): 424(11)
(MϩHϩ), 446(8) (MϩNaϩ).
η3-N,NЈ,NЉ-(L-Phe-Gly-β-Ala-OMe-2Hϩ)(C6Me6)Ru (11)
Hellgelbes Pulver, Ausbeute 96.1 %.
C27H37N3O4Ru·H2O (586.69): Ber. C 55.28, H 6.70, N 7.16; Gef.
C 55.03, H 6.34, N 7.23 %.
η3-N,NЈ,NЉ-(L-Ala-L-Ala-L-Ala-OMe-2Hϩ)(C6Me6)Ru (6)
Hellgelbes Pulver, Ausbeute 93 %.
IR (KBr): ν ϭ 3283 m, 3230 m (NH2), 1724 s (Ester), 1560 vs, 1563 vs
(Amid-I). Ϫ 1H-NMR (400 MHz, CD3OD): δ ϭ 7.40-7.27 (m, 5H, Ph), 4.58
IR (KBr): ν ϭ 3270 m, 3226.8 m, 3211 m (NH2), 1737 s (CO2CH3), 1592 vs
(Amid-I). Ϫ 1H-NMR (400 MHz, CD3OD): δ ϭ 3.63-3.70 (m, 2H, 2
CHCH3), 3.62 (s, 3H, CO2CH3), 3.06 (q, 3J ϭ 7.0 Hz, 1H, CHCH3), 2.20 (s,
18H, C6(CH3)6), 1.74 (d, 3J ϭ 7.1 Hz, 3H, CHCH3), 1.63 (d, 3J ϭ 7.2 Hz,
3H, CHCH3), 1.23 (d, 3J ϭ 6.9 Hz, 3H, CHCH3). Ϫ 13C-NMR (100 MHz,
CD3OD): δ ϭ 182.4, 179.2, 177.3 (CONR und CO2CH3), 66.7, 61.7, 59.7
(CHCH3), 52.5 (CO2CH3), 21.0, 19.7, 18.8 (CHCH3), 16.0 (C6(CH3)6).
2
(d, 2J ϭ 15.64 Hz, 1H, HCH), 4.17 (ABCD-System, ddd, JAB ϭ 13.55 Hz,
3
3JAD
ϭ
8.19 Hz, JAC
ϭ
4.37 Hz, 1H, N-CHAHB-CHCHD-CO2CH3),
3.79.3.67 (m, 1H, CH-CH2-Ph), 3.61 (s, 3H, CO2CH3), 3.56 (d, 2J ϭ
15.64 Hz, 1H, HCH), 3.27 (dd, 2J ϭ 4.4 Hz, 3J ϭ 9.2 Hz, 1H, CH-CH2-Ph),
3.18 (dd, 2J ϭ 4.4 Hz, 3J ϭ 14.4 Hz, 1H, CH-CH2-Ph), 3.03 (ddd, JAB
ϭ
2
3
13.55 Hz, JBC
ϭ
3JBD ϭ 6.58 Hz, 1H, N-CHAHB-CHCHD-CO2CH3), 2.67-
2.59 (m, 2H, 1H von N-CHAHB-CHCHD-CO2CH3 und 1H von NH2), 2.25-
2.08 (m, 2H, N-CHAHB-CHCHD-CO2CH3 und 1H von NH2), 2.04 (s, 18 H,
C6Me6). Ϫ 13C-NMR (100 MHz, CD3OD): δ ϭ 181.7, 179.1 (CONR), 176.2
(CO2CH3), 139.5, 130.5, 130.1, 128.1 (Ph), 94.1 (C6(CH3)6), 64.1(CH-CH2-
Ph), 57.1 (CH2), 52.4 (CO2CH3), 45.3 (CH2-CH2), 40.6 (CH-CH2-Ph), 36.1
(CH2-CH2), 16.1 (C6(CH3)6).
C
22H29N3O4Ru. Ϫ MS (ϩFAB, mNBA): m/z (%): 507(17) (MϩHϩ), 530(8)
(MϩNaϩ).
2. Durch Verlängerung der Peptide am Komplex:
Allgemeine Synthesevorschrift zur Darstellung von
9؊15
η3-N,NЈ,NЉ-(L-Leu-Gly-β-Ala-OMe-2Hϩ)(C6Me6)Ru (12)
Hellgelbes Pulver, Ausbeute 92.1 %.
C24H39N3O4Ru·1/3 CH2Cl2 (563.05): Ber. C 51.90, H 7.10, N
7.46; Gef. C 51.61, H 6.94, N 7.58 %.
0.2 mmol Aminosäuremethylesterhydrochlorid werden in 5 ml Me-
thanol gelöst und mit 0.2 mmol einer methanolischen Natriumme-
thanolat-Lösung versetzt. Man rührt 10 min bei RT. Hierzu gibt
man eine Lösung von 0.2 mmol der 2-Dipeptidester-Chloro-Ruthe-
nium-Verbindung in 3 ml Methanol. Man kühlt auf Ϫ15 °C und
tropft bei dieser Temperatur während 2Ϫ3 h eine Lösung von
0.2 mmol NaOMe in 15 ml MeOH zu. Die Farbe der Lösung wech-
selt hierbei von orangefarben nach gelb. Man zieht das Lösungs-
mittel ab und nimmt den gelben, öligen Rückstand in CH2Cl2 auf.
IR (KBr): ν ϭ 3236 m (NH2), 1728 s (Ester), 1593 vs, 1567 vs (Amid-I). Ϫ
1H-NMR (400 MHz, CD3OD): δ ϭ4.55 (d, 2J ϭ 15.29 Hz, 1H, HCH), 4.17
(ABCD-System, ddd, 2JAB ϭ 13.50 Hz, 3JAD ϭ 8.62 Hz, 3JAC ϭ 4.57 Hz, 1H,
N-CHAHB-CHCHD-CO2CH3), 3.56 (s, 1H, CH-CH(CH3)2), 3.55 (d, 2J ϭ
2
3
3
15.29 Hz, 1H, HCH), 3.07 (ddd, JAB ϭ 13.50 Hz, JBC ϭ 6.78 Hz, JBD
ϭ
5.49 Hz, 1H, N-CHAHB-CHCHD-CO2CH3), 3.02-2.98 (m, 1H, CH-CH2-
2
3
3
CH(CH3)2), 2.70 (ddd, JCD ϭ 14.51 Hz, JBC ϭ 6.78 Hz, JAC ϭ 4.57 Hz,
2
3
1H, N-CHAHB-CHCHD-CO2CH3), 2.26 (ddd, JCD ϭ 14.51 Hz, JAD
8.62 Hz, JBD ϭ 5.49 Hz, 1H, N-CHAHB-CHCHD-DO2CH3), 2.14 (s, 18H,
ϭ
3
Z. Anorg. Allg. Chem. 2002, 628, 788Ϫ796
793

K. Haas, W. Beck
C6Me6), 1.70-1.63 (m, 1H, CH-CH2-CH(CH3)2), 1.67 (ddd, 2J ϭ 14.18 Hz,
3J ϭ 5.71 Hz, 3J ϭ 8.59 Hz, 1H, Ch-CH2-CH(CH3)2), 1.32 (ddd, 2J ϭ
14.81 Hz, 3J ϭ 5.71 Hz, 3J ϭ 7.57 Hz, 1H, CH-CH2-CH(CH3)2), 0.98 (d,
3J ϭ 6.02 Hz, 3H, CH-CH2-CH(CH3)2), 0.95 (d, 3J ϭ 6.90 Hz, 3H, CH-
CH2-CH(CH3)2). Ϫ 13C-NMR (100 MHz, CD3OD): δ ϭ 182.1, 180.7
(CONR), 176.5 (CO2CH3), 94.6 (C6(CH3)6), 61.3 (CH-CH2-CH(CH3)2), 57.6
(CH2), 55.3 (CO2CH3), 45.6 (CH2-CH2), 44.4 (CH-CH2-CH(CH3)2), 36.4
(CH2-CH2), 25.9 (CH-CH2-CH(CH3)2), 23.9, 22.9 (CH-CH2-CH(CH3)2),
17.0 (C6(CH3)6).
Man erhitzt für 12 h unter Rückfluß und engt dann die gelbe Lö-
sung auf 5 ml ein. Durch langsame Zugabe von absolutem Et2O
wird zunächst der nicht cyclisierte Eduktkomplex ausgefällt. Man
zentrifugiert und gibt zur Lösung weitere 30 ml von absolutem
Et2O zu. Dabei fällt das Produkt als blaßgelbes Pulver aus, das mit
Et2O gewaschen und i. Vak. getrocknet wird.
[η3-N,NЈ,NЉ-cyclo(Gly-Gly-β-Ala-3Hϩ)(C6Me6)Ru]Na (16)
η3-N,NЈ,NЉ-(Gly-Gly-γ-Abu-OMe-2Hϩ)(C6Me6)Ru (13)
Hellgelbes Pulver, Ausbeute 93.5 %.
C21H33N3O4Ru·2H2O (528.61): Ber. C 47.72, H 7.05, N 7.95;
Gef. C 47.87, H 7.43, N 8.07 %.
Hellgelbes, hygroskopisches Pulver, Ausbeute 78 %.
IR (KBr): ν ϭ 1572 br, vs (Amid-I). Ϫ 1H-NMR (400 MHz, CD3OD): δ ϭ
4.23 (d, 2J ϭ 14.8 Hz, 1H, HCH), 4.21 (d, 2J ϭ 14.3 Hz, 1H, HCH), 3.65
(ddd, 2J ϭ 3J ϭ 12.5 Hz, 3J ϭ 5.0 Hz, 2H, N-CH2-CH2-CO), 3.35 (d, 2J ϭ
14.6 Hz, 1H, HCH), 3.19 (d, 2J ϭ 14.3 Hz, 1H, HCH), 1.99 (s, 18 H,
C6(CH3)6). Ϫ 13C-NMR (100 MHz, CD3OD): δ ϭ 186.2, 181.4, 180.4
(CONR), 94.4 (C6(CH3)6), 60.4, 58.0 (CH2), 44.9, 40.7 (CH2-CH2), 16.7
(C6(CH3)6), MS (ϩFAB, mNBA): m/z (%): 469(14) (MϪϩHϪϩNaϩ), 492
(MϪϩ2Naϩ). MS (-FAB, mNBA): m/z (%): 446(10) (MϪ); C19H26N3O3-
RuNa : M (ber.) 468.
IR (KBr): ν ϭ 3263 m (NH2), 1730 s (Ester), 1583 vs, 1565 vs (Amid-I). Ϫ
1H-NMR (400 MHz, CD3OD): δ ϭ 4.49 (d, 2J ϭ 15.95 Hz, 1H, HCH), 3.93
(ddd, 2J ϭ 12.87 Hz, 3J ϭ 9.73 Hz, 3J ϭ 6.83 Hz, 1H, N-CH2-CH2-CH2-
CO2CH3), 3.60 (d, 2J ϭ 15.95 Hz, 1H, HCH), 3.24 (d, 2J ϭ 13.64 Hz, 1H,
HCH), 3.23 (d, 2J ϭ 13.64 Hz, 1H, HCH), 2.70 (ddd, 2J ϭ 12.87 Hz, 3J ϭ
8.96, 3J ϭ 5.67 Hz, 1H, N-CH2-CH2-CH2-CO2CH3), 2.39-2.23 (m, 2H, N-
CH2-CH2-CH2-CO2CH3), 2.15 (s. 18 H, C6Me6), 1.79-1.73 (m, 1H, N-CH2-
CH2-CH2-CO2CH3), 1.58-1.52 (m, 1H, N-CH2-CH2-CH2-CO2CH3), n.b.
(CO2CH3). Ϫ 13C-NMR (100 MHz, CD3OD): δ ϭ 181.2, 180.1 (CONR),
176.9 (CO2CH3), 94.8 (C6(CH3)6), 57.6, 53.8 (CH2), 50.5 (CO2CH3), 48.5
(N-CH2-CH2-CH2-CO2CH3), 33.5 (N-CH2-CH2-CH2-CO2CH3), 27.94 (N-
CH2-CH2-CH2-CO2CH3), 16.7 (C6(CH3)6).
[η3-N,NЈ,NЉ-cyclo(L-Val-Gly-β-Ala-3Hϩ)(C6Me6)Ru]Na (17)
Hellgelbes, hygroskopisches Pulver, Ausbeute 50 %.
IR (KBr): ν ϭ 1575 br,vs (Amid-I). MS (ϩFIB, mNBA): m/z (%): 511(11)
(MϪNaϩϩHϩ). MS (-FIB, mNBA): m/z (%): 488(15) (MϪ); C22H32N3O3-
RuNa : M (ber.) 511.
[η3-N,NЈ,NЉ-cyclo(L-Phe-Gly-β-Ala-3Hϩ)(C6Me6)Ru]Na (18)
Hellgelbes, hygroskopisches Pulver, Ausbeute 65 %.
η3-N,NЈ,NЉ-(L-Phe-Gly-γ-Abu-OMe-2Hϩ)(C6Me6)Ru (14)
Hellgelbes Pulver, Ausbeute 89.7 %.
IR (KBr): ν ϭ 1568 br, vs (Amid-I). Ϫ 13C-NMR (100 MHz, CD3OD): δ ϭ
185.5, 183.9, 182.7, 181.1, 180.7, 179.5 (CONR), 144.5, 140.6, 131.0, 130.8,
130.4, 129.3, 128.3, 126.9 (CH-CH2-C6H5), 94.9, 94.3 (C6(CH3)6), 73.7, 64.9
(CH-CH2-C6H5), 59.2, 57.5 (CH2), 48.4, 47.2, 45.7, 40.9, 38.8 (CH-CH2-
C6H5 und CH2-CH2), 16.4, 16.3 (C6(CH3)6). MS (-FIB, Csϩ, mNBA): m/z
(%): 536(15) (MϪ); C26H32N3O3Ru : M (ber.) 536.
C28H39N3O4Ru·2.5 H2O (627.74): Ber. C 53.57, H 7.06, N 6.69;
Gef. C 53.74, H 7.24, N 6.69 %.
IR (KBr): ν ϭ 3289 m, 3269 m (NH2), 1733 s (Ester), 1593 vs, 1562 vs
(Amid-I). Ϫ 1H-NMR (400 MHz, CD3OD): δ ϭ 7.31-7.16 (m, 5H, Ph), 4.49
(d, 2J ϭ 15.62 Hz, 1H, HCH), 3.76 (ddd, 2J ϭ 13.32 Hz, 3J ϭ 8.73 Hz, 3J ϭ
7.28 Hz, 1H, N-CH2-CH2-CH2-CO2CH3), 3.52 (d, 2J ϭ 15.62 Hz, 1H,
HCH), 3.26 (dd, 3J ϭ 5.17 Hz, 3J ϭ 7.11 Hz, 1H, CH-CH2-Ph), 3.03 (dd,
2J ϭ 14.22 Hz, 3J ϭ 5.17 Hz, 1H, CH-CH2-Ph), 2.87 (dd, 2J ϭ 14.22 Hz,
3J ϭ 7.11 Hz, 1H, CH-CH2-Ph), 2.70 (ddd, 2J ϭ 13.32 Hz, 3J ϭ 9.09, 3J ϭ
4.96 Hz, 1H, N-CH2-CH2-CH2-CO2CH3), 2.12 (m, 2H, N-CH2-CH2-CH2-
CO2CH3), 1.99 (s, 18H, C6Me6), 1.43 (m, 1H, N-CH2-CH2-CH2-CO2CH3),
Der Deutschen Forschungsgemeinschaft und dem Fonds der Che-
mischen Industrie gilt unser Dank für großzügige Förderung.
Herrn Dr. W. Spahl und Herrn Professor W. Steglich, München,
danken wir für MS-Spektren.
1.17 (m, 1H, N-CH2-CH2-CH2-CO2CH3).
Ϫ
13C-NMR (100 MHz,
CD3OD): δ ϭ 181.1, 178.6 (CONR), 176.4 (CO2CH3), 139.0, 130.9, 129.9,
128.0 (Ph), 94.2 (C6(CH3)6), 63.8 (CH-CH2-Ph), 57.2 (CH2), 49.9 (CO2CH3),
48.1 (N-CH2-CH2-CH2-CO2CH3), 39.7 (CH-CH2-Ph), 32.7 (N-CH2-CH2-
CH2-CO2CH3), 27.2 (N-CH2-CH2-CH2-CO2CH3), 16.04 (C6(CH3)6).
Literatur
[1] 141. Mitteilung: D. Koch, K. Sünkel, W. Beck, Inorg. Chim.
Acta, im Druck.
η3-N,NЈ,NЉ-(L-Val-Gly-γ-Abu-OMe-2Hϩ)(C6Me6)Ru (15)
Hellgelbes Pulver, Ausbeute 92.2 %.
[2] S. Yamada, S. Terashima, M. Wagatsuma, Tetrahedron Lett.
1970, 18, 1501; S. Yamada, M. Wagatsuma, Y. Takeuchi, S.
Terashima, Chem. Pharm. Bull. 1971, 19, 2380; S. Terashima,
M. Wagatsuma, S. Yamada, Tetrahedron 1973, 29, 1487; M.
Wagatsuma, S. Terashima, S. Yamada, Tetrahedron 1973, 29,
1497; Chem. Pharm. Bull. 1973, 21, 422; A. Brack, D.
Leouembe, G. Spach, Origin of Life 1975, 6, 407; siehe auch:
W. Hoffmüller, R. Krämer, M. Maurus, K. Polborn, W. Beck,
Z. Naturforsch. 2000, 55b, 855.
[3] M. G. Schwendinger, B. M. Rode, Anal. Sci. 1989, 5, 411; A.
H. Eder, S. Saetia, B. M. Rode, Inorg. Chim. Acta 1993, 207,
3; B. M. Rode, Spectrum Wiss. 1991, 3, 26; AS. H. Eder, B.
M. Rode, J. Chem. Soc. Dalton Trans. 1994, 1125; H. Le Son,
Y. Suwannachot, J. Bujdak, B. M. Rode, Inorg. Chim. Acta
1998, 272, 89; B. M. Rode, Y. Suwannachot, Coord. Chem.
Rev. 1999, 190Ϫ192, 1085.
C24H39N3O4Ru·2 H2O (570.69): Ber. C 50.51, H 7.59, N 7.36;
Gef. C 50.39, H 8.65, N 7.20 %.
IR (KBr): ν ϭ 3309 m, 3230 m (NH2), 1733 s (Ester), 1604 vs, 1560 vs
(Amid-I). Ϫ 1H-NMR (400 MHz, CD3OD): δ ϭ 4.55 (d, 2J ϭ 15.82 Hz, 1H,
HCH), 3.88 (ddd, 2J ϭ 13.16 Hz, 3J ϭ 9.23 Hz, 3J ϭ 6.59 Hz, 1H, N-CH2-
CH2-CH2-CO2CH3), 3.66 (s, 0.5H, CO2CH3), 3.55 (d, 2J ϭ 15.82 Hz, 1H,
HCH), 2.93-2.89 (m, 1H, CH-CH(CH3)2), 2.84 (ddd, 2J ϭ 13.16 Hz, 3J ϭ
9.70, 3J ϭ 4.60 Hz, 1H, N-CH2-CH2-CH2-CO2CH3), 2.32-2.21 (m, 2H, N-
CH2-CH2-CH2-CO2CH3), 2.13 (s und m, 19H, C6Me6 und CH-CH(CH3)2),
1.78-1.69 (m, 1H, N-CH2-CH2-CH2-CO2CH3), 1.44-1.13 (m, 1H, N-CH2-
CH2-CH2-CO2CH3), 1.10 (d, 3J ϭ 6.66 Hz, 3H, CH-CH(CH3)2), 0.82 (d,
3J ϭ 6.80 Hz, 3H, CH-CH(CH3)2). Ϫ 13C-NMR (100 MHz, CD3OD): δ ϭ
181.7, 178.5 (CONR), 176.2 (CO2CH3), 94.3 (C6(CH3)6), 68.3 (CH-
CH(CH3)2), 57.2 (CH2), 50.0 (CO2CH3), 48.0 (N-CH2-CH2-CH2-CO2CH3),
32.7 (N-CH2-CH2-CH2-CO2CH3), 31.2 (CH-CH(CH3)2), 27.8 (N-CH2-CH2-
CH2-CO2CH3), 20.1, 17.0 (CH-CH(CH3)2), 16.2 (C6(CH3)6).
[4] D. A. Buckingham, L. G. Marzilli, A. M. Sargeson, J. Am.
Chem. Soc. 1967, 89, 4539; J. P. Collman, E. Kimura, J. Am.
Chem. Soc. 1967, 89, 6096; P. A. Sutton, C. A. Buckingham,
Acc. Chem. Res. 1987, 20, 357; R. J. Browne, D. A. Bucking-
ham, Ch. R. Clark, P. A. Sutton, Adv. Inorg. Chem. 2000,
49, 307.
3. Allgemeine Synthesevorschrift für die Darstellung
der Natrium-η3-N,NЈ,NЉ-cyclo-(Tripeptid)(C6Me6)-
Ruthenatverbindungen 16؊18
0.2 mmol der η3-N,NЈ,NЉ-Tripeptidester-(C6Me6)Rutheniumver-
bindung wird in 40 ml absolutem Methanol gelöst und mit
0.2 mmol einer methanolischen Natriummethanolatlösung versetzt.
[5] Y. Wu, D. H. Busch, J. Am. Chem. Soc. 1972, 94, 4115.
794
Z. Anorg. Allg. Chem. 2002, 628, 788Ϫ796

Metallkomplexe mit biologisch wichtigen Liganden. CXLII
[6] D. R. Knighton, D. R. K. Harding, M. J. Friar, W. S. Han-
cock, G. D. Reynolds, R. F. Tasker, C. A. Buckingham, J. Am.
Chem. Soc. 1981, 103, 7025.
[18] J. M. Wolff, A. J. Gleichmann, C. Schmidt, W. S. Sheldrick, J.
Inorg. Biochem. 1995, 59, 219; D. B. Grotjahn, Coord. Chem.
Rev. 1999, 190Ϫ192, 1125.
[19] J. W. Janetka, C. H. Rich, J. Am. Chem. Soc. 1995, 117, 10585,
1997, 119, 6488; C. W. West, D. H. Rich, Org. Letters 1999, 1,
1819; A. J. Pearson, K. Lee, J. Org. Chem. 1994, 59, 2304; A.
J. Pearson, J.-N. Heo, Tetrahedron Lett. 2000, 41, 5991; A. J.
Pearson, P. O. Belmont, Tetrahedron Lett. 2000, 41, 1671.
[20] D. F. Dersnah, M. C. Baird, J. Organomet. Chem. 1977, 127,
C55.
[21] H. Brunner, Eur. J. Inorg. Chem. 2001, 905.
[22] C. White, A. Yates, P. M. Maitlis, D. M. Heinekey, Inorg.
Synth. 1992, 29, 228.
[23] M. A. Bennett, T.-N. Huang, T. W. Matheson, A. K. Smith,
Inorg. Synth. 1982, 21, 74.
[24] H. Brunner, Angew. Chem. 1983, 95, 921; Angew. Chem. Int.
Ed. Engl. 1983, 22, 897.
[25] R. Bergs, R. Krämer, M. Maurus, B. Schreiner, R. Urban, C.
Missling, K. Polborn, K. Sünkel, W. Beck, Z. Naturforsch.
1995, 51b, 187.
[7] K. Joshi, J. Bao, A. S. Goldman, J. Kohn, J. Am. Chem. Soc.
1992, 114, 6649; J. Recht, B. I. Cohen, A. S. Goldman, J.
Kohn, Tetrahedron Lett. 1990, 31, 7281.
[8] B. Purucker, W. Beck, Z. Naturforsch. 1972, 27b, 1140 die dort
angegebene, aus PtCl42Ϫ und GlyglyOEt erhaltene Verbindung
Cl2Pt(GlyglyOEt)2 besitzt wohl cis-Struktur (trans-Effekt !)];
W. Beck, B. Purucker, E. Strissel, Chem. Ber. 1973, 106, 1781;
W. Beck, B. Purucker, M. Girnth, H. Schönenberger, H. Sei-
denberger, G. Ruckdeschel, Z. Naturforsch. 1976, 31b, 832; W.
Beck, H. Bissinger, M. Girnth-Weller, B. Purucker, G. Thiel,
H. Zippel, H. Seidenberger, B. Wappes, H. Schönenberger,
Chem. Ber. 1982, 115, 2256; W. Beck, H. Bissinger, T. Castrillo
de Castro, L. Olgemöller, B. Purucker, Chem. Ber. 1985, 118,
3135; W. Beck, Pure Appl. Chem. 1988, 60, 1357; N. Steiner,
E. Ehrenstorfer, J. Chen, W. Beck, Chem. Ber. 1988, 121, 275;
M. Castrillo, A. Romero, E. Ramirez, Transition Met. Chem.
1983, 8, 262.
[26] Vgl. z.B. auch K. L. Bennett, J. A. Carver, D. M. David, L.
A. P. Kane-Maguire, M. M. Sheil, J. Coord. Chem. 1995, 34,
351; L. A. P. Kane-Maguire, R. Kanitz, M. M. Sheil, Inorg.
Chim. Acta 1996, 245, 209.
[27] U. P. Schlunegger, P. Hirter, H. von Felten, Helv. Chim. Acta
1977, 59, 406; F. Lottspeich, D. F. Dershnah in “Bioanalytik”
(F. Lottspeich, H. Zorbas, Hrsg.), Spektrum, Heidelberg 1998.
[28] D. J. Sunnan, J. C. Vickerman, J. Chem. Soc., Chem. Commun.
1981, 324; M. Barber, R. A. Bordoli, R. D. Sedgwick, J. Chem.
Soc., Chem. Commun. 1981, 325.
[29] Siehe z.B. H. Kessler, Angew. Chem. 1982, 94, 509; Angew.
Chem. Int. Ed. Engl. 1982, 21, 512; U. Schmidt, Nachr. Chem.
Tech. Lab. 1989, 37, 1034; U. Schmidt, J. Langner, J. Peptide
Res. 1997, 49, 67; D. Seebach, O. Bezencon, B. Jaun, T. Piet-
zonka, J. L. Matthews, F. N. M. Kühnle, W. B. Schweizer, Helv.
Chim. Acta 1996, 79, 588; Y. Shao, W. Lu, S. B. H. Kent,
Tetrahedron Lett. 1998, 39, 3911; U. Katzmaier, S. Maier, Org.
Lett. 1999, 11, 1763; J. N. Lambert, J. P. Mitchell, K. D. Ro-
berts, J. Chem. Soc., Perkin Trans. 1 2001, 471; A. F. Spatola,
P. Romanovskis, in The Amide Linkage, A. Greenberg, C M.
Breneman, J. F. Liebman (Eds.), Wiley, 2000.
[30] K. Gademann, M. Ernst, D. Seebach, D. Hoyer, Helv. Chim.
Acta 2000, 83, 16; D. Seebach, J. L. Matthews, A. Meden, T.
Wessels, C. Baerlocher, L. B. McCusker, Helv. Chim. Acta
1997, 80, 173; S. A. Miller, S. L. Griffiths, D. Seebach, Helv.
Chim. Acta 1993, 76, 563; K. Gademann, M. Ernst, D. Hoyer,
D. Seebach, Angew. Chem. Int. Ed. 1999, 38, 1223; K. Gade-
mann, D. Seebach, Helv. Chim. Acta 2001, 84, 2924.
[31] D. T. Bong, T. D. Clark, J. R. Granja, M. R. Ghadiri, Angew.
Chem. 2001, 113, 2221; Angew. Chem. Int. Ed. 2001, 40, 988;
D. T. Bong, M. R. Ghadiri, Angew. Chem. 2001, 113, 1017;
Angew. Chem. Int. Ed. 2001, 40, 2163.
[9] S. S. Isied, A. Vassilian, J. M. Lyon, J. Am. Chem. Soc. 1982,
104, 3910; S. S. Isied, C. G. Kuehn, J. Am. Chem. Soc. 1978,
100, 6752; S. S. Isied, J. Lyon, A. Vassilian, Int. J. Pept. Protein
Res. 1982, 19, 354; N. Mensi, S. S. Isied, Inorg. Chem. 1986,
25, 147; J. Am. Chem. Soc. 1987, 109, 7882; R. M. Mobashar,
A. Taylor (Jr.), L. G. Marzilli, Inorg. Chim. Acta 1991, 186,
139.
[10] W. Beck, R. Krämer, Angew. Chem. 1991, 103, 1492; Angew.
Chem. Int. Ed. Engl. 1991, 30, 1467; R. Krämer, M. Maurus,
K. Polborn, K. Sünkel, C. Robl, W. Beck, Chem. Eur. J. 1996,
2, 1518.
[11] W. Hoffmüller, M. Maurus, K. Severin, W. Beck, Eur. J. Inorg.
Chem. 1998, 729.
[12] K. Haas, W. Beck, Eur. J. Inorg. Chem. 2001, 2485.
[13] K. Haas, W. Ponikwar, H. Nöth, W. Beck, Angew. Chem. 1998,
110, 1200; Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 1998, 37, 1086; K.
Haas, E.-M. Ehrenstorfer-Schäfers, K. Polborn, W. Beck, Eur.
J. Inorg. Chem. 1999, 465. Ϫ Für weitere Cyclooligomerisie-
rungen von linearen Peptiden und monomeren Aminosäuren
an einem Metall-Templat: M. North, G. Pattenden, Tetrahe-
dron 1990, 46, 8267; A. J. Blake, J. S. Hannam, K. A. Joliffe,
G. Pattenden, Synlett 2000, 1515; J. N. Lambert, J. P. Mitchell,
K. D. Roberts, J. Chem. Soc., Perkin Trans. 2001, 1, 471; L.
Zhang, J. P. Tam, Tetrahedron Lett. 1997, 38, 4375; H. Ger-
lach, A. Thalmann, Helv. Chim. Acta 1974, 57, 2661; S. Masa-
mune, S. Kamata, W. Schilling, J. Am. Chem. Soc. 1975, 97,
3515; N. Sokolenko, G. Abbenante, M. J. Scanlon, A. Jones,
L. R. Gahan, G. R. Hanson, D. P. Fairlie, J. Am. Chem. Soc.
1999, 121, 2603.
[14] D. Seebach, J. L. Matthews, Chem. Commun. 1997, 2015; K.
Gademann, T. Hintermann, J. V. Schreiber, Curr. Med. Chem.
1999, 6, 905; K. Gademann, M. Ernst, D. Seebach, D. Hoyer,
Helv. Chim. Acta 2000, 83, 16; D. Seebach, M. Brenner, M.
Rueping, B. Jaun, Chem. Eur. J. 2002, 8, 14, 573.
[32] K. W. Aston, S. L. Henke, A. S. Modak, D. P. Riley, K. R.
Sample, R. H. Weiss, W. L. Neumann, Tetrahedron Lett. 1994,
35, 3687.
[15] S. H. Gellman, Acc. Chem. Res. 1998, 31, 173; R. P. Cheng,
S. H. Gellman, W. F. DeGrado, Chem. Rev. 2001, 101, 3219.
[16] S. Borman, Chem. Ing. News (June 16) 1997, 32 und zitierte
Literatur.
[33] S. Fernandez-Lopez, H.-S. Kim, E. C. Choi, M. Delgado, J.
R. Granja, A. Khasanov, K. Kraehenbuehl, G. Long, D. A.
Weinberger, K. M. Wilcoxen, M. R. Ghadiri, Nature 2001,
412, 452.
[17] Übersicht: R. Krämer, Angew. Chem. 1996, 108, 1287; Angew.
Chem. Int. Ed. Engl. 1996, 35, 1197; K. Severin, R. Bergs, W.
Beck, Angew. Chem. 1998, 110, 1722; Angew. Chem. Int. Ed.
Engl. 1998, 37, 1634.
[34] J. W. Bats, A. Friedrich, H. Fuess, H. Kessler, W. Mästle, M.
Rothe, Angew. Chem. 1979, 91, 573, Angew. Chem. Int. Ed.
Engl. 1979, 18, 538; F. A. A. M. de Leeuw, C. Altona, H.
Kessler, W. Bermel, A. Friedrich, G. Krack, W. E. Hull, J. Am.
Z. Anorg. Allg. Chem. 2002, 628, 788Ϫ796
795

K. Haas, W. Beck
Chem. Soc. 1983, 105, 2237; H. Kessler, P. Kondor, G. Krack,
P. Krämer, J. Am. Chem. Soc. 1978, 100, 2548; H. Kessler in
“Conformational Mobility of the Backbone of Cyclic Tripepti-
des” (R. H. Sarma Hrsg.), Pergamon Press, New York 1979;
H. Kessler, P. Krämer, G. Krack, Isr. J. Chem. 1980, 20, 188;
H. Kessler, A. Friedrich, W. E. Hull, J. Org. Chem. 1981, 46,
3892; H. Kessler, W. Bermel, H. Förster, Angew. Chem. 1982,
94, 703; H. Kessler, W. Bermel, A. Friedrich, G. Krack, W. E.
Hull, J. Am. Chem. Soc. 1982, 104, 6297; H. Kessler, R.
Schuck, R. Siegmeier, J. Am. Chem. Soc. 1982, 104, 4486; H.
Kessler, R. Schuck, R. Siegmeier, J. W. Bats, H. Fuess, H. För-
ster, Liebigs Ann. Chem. 1983, 231.
[40] P. Comba, R. Cusack, D. P. Fairlie, L. R. Gahan, G. R. Han-
son, U. Kazmaier, A. Ramlow, Inorg. Chem. 1998, 37, 6721; P.
Xie, M. Diem, J. Am. Chem. Soc. 1995, 117, 429; A. L. van
den Brenk, K. A. Byriel, D. P. Fairlie, L. R. Gahan, G. R.
Hanson, C. J. Hawkins, A. Jones, C. H. L. Kennard, B. Mou-
baraki, K. S. Murray, Inorg. Chem. 1994, 33, 3549-3557; P.
Xie, M. Diem, J. Am. Chem. Soc. 1995, 117, 429.
[41] W.-R. Press, M. Bauer, H. Randow, W. Krause, Ger. Offen.
1996, DE 94-4433572 Chem. Abstr. 1996, 124, 336873; D. S.
Edwards, S. Liu, PCT Int. Appl. 1996, US 95-415908, Chem.
Abstr. 1997, 126, 3911; W.-R. Press, M. Bauer, H. Randow, W.
Krause, Ger. Offen. 1996, DE 94-4433572, Chem. Abstr. 1996,
124, 336873; J. C. Alexander, P. J. Lennon, A. S. Modak, W.
L. Neumann, D. P. Riley, R. H. Weiss, PCT Int. Appl 1995,
US-94 231599, Chem. Abstr. 1996, 124, 202319; G. R. Bower,
A. M. Forster, A. L. M. Anthony, A. E. Storey, PCT Int. Appl
1995, US 94-300224, Chem. Abstr. 1995, 123, 279961; R.
Dean, US 94-241625, Chem. Abstr. 1996, 124, 169545; R. T.
Dean, US 5783170, Chem. Abstr. 1998, 129, 136495.
[42] A. J. Blake, J. S. Hannam, K. A. Joliffe, G. Pattenden, Synlett
2000, 10, 1515; S. Wakita, Osaka Kogyo Gijutsu Shikensho Ho-
koku 1992, 387, 51; Chem. Abstr. 1993, 119, 250398; K. Ta-
naka, M. Shionoya, K. Shigemori, Chem. Commun. 1999,
2475; E. Ozeki, S. Kimura, Y. Imanishi, Int. J. Pept. Protein
Res. 1989, 84, 14; Chem. Abstr. 1989, 112, 179821; T. Yama-
mura, JP 89-88561, Chem. Abstr. 1990, 114, 186079.
[43] C. Garcia-Echeverria, F. Albericio, E. Giralt, M. Pons, J. Am.
Chem. Soc. 1993, 115, 11663; H. Miyake, N. Kato, Y. Kojima,
A. Sugihara, Inorg. Chim. Acta 1994, 223, 121; Y. Imanishi,
Chem. Abstr. 1982, 99, 158832; Y. Fusaoka, E. Ozeki, S. Ki-
mura, Y. Imanishi, Int. J. Pept. Protein Res. 1984, 84, 104;
Chem. Abstr. 1989, 112, 134663; T. Shimizu, Y. Tanaka, JP -
84182965, Chem. Abstr. 1986, 105, 227317; C. M. Deber, E.
R. Blout, Isr. J. Chem. 1974, 12, 15.
[35] M. Rothe, M. Fähnle, W. Mästle, K. Feige, Pept.: Struct
Funct., Proc. Am. Pept. Symp. 9th 1985, 177; M. Rothe, K.-
L. Roser, Peptides 1988, 444; M. Rothe, A. Hoffmann, Peptide
Chemistry (T. Shiba, S. Sakakibara, Eds.), Protein Research
Foundation, Osaka, 1987, 299; M. Rothe, D. Mühlhausen, An-
gew. Chem. 1979, 91, 79; M. Rothe, H. Baumgartner, K. Feige,
R.-H. Mattern, Akabori Conference: German-Japanese Sym-
pos. Peptide Chem. 1989, Cyclotripeptide Synthesis using a
Peptide Protecting Group, S. 29; M. Rothe, J. Haas, Peptides
1990, 212; M. Rothe, K. Reichert, M. Rosenbauer, Peptides
1992, 391.
[36] siehe auch: J. Dale, K. Titlestad, Chem. Commun. 1969, 656;
J. W. Bats, H. Fuess, J. Am. Chem. Soc. 1980, 102, 2065; G.
Kartha, G. Ambady, P. V. Shankar, Nature 1974, 247, 204; G.
Kartha, G. Ambady, Acta Cryst 1975, B31, 2035; M. E.
Dryan, C. L. Coulter, R. Walter, G. Kartha, G. Ambady, J.
Am. Chem. Soc. 1976, 98, 5496; D. N. J. White, C. Morrow, P.
J. Cox, C. N. C. Drey, J. Lowbridge, J. Chem. Soc. Perkin
Trans. II 1982, 239.
[37] M. Shionoya, K. Tanaka, Bull. Chem. Soc. Jpn. 2000, 73,
1945.
[38] J. P. Michael, G. Pattenden, Angew. Chem. 1993, 105, 1; An-
gew. Chem. Int. Ed. Engl. 1993, 32, 1; D. J. Freeman, G. Pat-
tenden, A. F. Drake, G. Siligardi, J. Chem. Soc., Perkin Trans.
II 1998, 129; K. Kustin, G. C. McLeod. Top. Curr. Chem.
1977, 69, 1.
[39] A. L. Nivorozhkin, B. M. Segal, K. B. Musgrave, S. A. Kates,
B. Hedman, K. O. Hodgson, R. H. Holm, Inorg. Chem. 2000,
39, 2306; V. Pavone, E. Benedetti, B. Di Blasio, A. Lombardi,
C. Pedone, L. Tomasich, G. P. Lorenzi, Biopolymers 1989, 28,
215; Chem. Abstr. 1989, 111, 195383; Z.-Q. Tian, P. A. Bart-
lett, J. Am. Chem. Soc. 1996, 118, 943.
[44] G. Arena, G. Impellizzeri, G. Maccarrone, G. Pappalardo, E.
Rizzarelli, J. Chem. Soc. Dalton Trans. 1994. 1227; R. P. Bo-
nomo, G. Impellizzeri, G. Pappalardo, R. Purrello, E. Rizza-
relli, G. Tabbi, J. Chem. Soc. Dalton Trans. 1998, 3851; R.
Fattorusso, G. Morelli, A. Lombardi, F. Nastri, O. Maglio, G.
D’Auria, D. Pedone, V. Pavone, Biopolymers 1995, 37, 401;
Chem. Abstr. 1995, 124, 56665.
[45] T. Pietzonka, D. Seebach, Angew. Chem. 1992, 104, 1543; An-
gew. Chem. Int. Ed. Engl. 1992, 31, 1481.
796
Z. Anorg. Allg. Chem. 2002, 628, 788Ϫ796